1.   RNAi技术的发现与作用机制

RNA干扰（RNA interference，RNAi）是双链核糖核酸（double-stranded RNA，dsRNA）介导特异性沉默靶基因的转录或转录后水平的基因调控现象，最早在植物学研究中发现，Napoli等在矮牵牛Petunia hybrida中首次观察到一种“共抑制”现象：将外源查尔酮合酶（Chalcone synthase, CHS）基因转入植株后，内源CHS基因与转入基因的表达竟同时被抑制，花冠颜色由紫变白。这一结果在当时被视为“基因沉默的意外”，却为RNAi的发现埋下伏笔（Napoli et al.，1990）。1995年，有研究者试图将反义RNA注射进线虫体腔内，以干扰par-1基因的表达，发现反义RNA（Anti sense RNA）和正义RNA（Sense RNA）均可抑制该基因的表达，更奇怪的是，两种单链RNA混合物的沉默效率远高于单独使用反义链的沉默效率。这一“无法用传统反义机制解释”的现象，使他们推测真正起作用的可能是试验过程中无意形成的微量双链RNA（dsRNA）。然而他们受限于当时对RNA结构及细胞内RNA监视系统认识的不足，该团队未能进一步揭示dsRNA的作用本质（Guo et al.，1995）。1998年，Andrew Fire和Craig Mello发表了一篇开创性论文，以严谨的对照试验证实：只有dsRNA才是触发线虫高效基因沉默的真正原因。他们将体外合成的dsRNA注入线虫体腔，发现0.4 ng/μL的dsRNA即可在子代中造成90%以上的靶基因沉默，而等量单链RNA几乎无效，揭示了双链RNA（dsRNA）是秀丽隐杆线虫转录后基因沉默（Post-Transcriptional Gene Silencing，PTGS）的致病因子，这种dsRNA是在转录正义RNA时形成的（Fire et al.，1998），他们将这一现象称为RNA干扰（RNAi），由于这一重大发现，两人于2006年获得诺贝尔生理医学奖。RNAi的发现解释了植物和真菌中令人费解的基因沉默观察结果，并开启了一场生物学革命，这种dsRNA会导致生物体内靶标基因mRNA表达量的降低，从而导致基因沉默。2002年，Bettencourt和Terenius首次将RNAi技术应用于昆虫——在家蚕Hyalophora cecropia蛹中注射dsRNA，成功沉默了Hemolin基因，导致下一代胚胎100%死亡（Bettencourt et al.，2002）。同年，Bucher团队通过显微注射dsRNA干扰赤拟谷盗Tribolium castaneum的Distal-less基因，观察到成虫附肢发育异常，证明RNAi可高效应用于非模式昆虫（Bucher et al.，2002）。众多科研人员已经证实RNAi技术能够有效抑制特定基因的表达，进而引发目标昆虫发育异常、生长停滞等表型变化，严重时可导致个体死亡。这种基于核酸水平的调控方法为害虫防治提供了全新的思路。RNAi技术在昆虫中最早的研究是使用dsRNA干扰进行表型无效突变的方法，表明RNAi可用于果蝇Drosophila和赤拟谷盗中同源物的表型突变（Brown et al.，1999）。

RNAi是一个进化高度保守且功能多效的基因沉默通路，被认为是生物进化过程中保留下来的抑制转座子活动、抵抗病毒侵入和调节基因表达的一种有效机制。随着对线虫、拟南芥、脉孢菌、果蝇等模式生物RNAi的深入研究，科学家逐步揭示了RNAi的作用机制，发现了RNAi过程中重要的分子和元件，例如：起干扰作用的短/小干扰RNA（Small interfering RNA, siRNA）；切割dsRNA产生siRNA的Dicer酶；起放大干扰效果的RNA依赖的RNA聚合酶（RNA-dependent RNA polymerase, RdRp）等。功能层面，RNAi通过dsRNA识别、加工及靶向降解的级联反应，可有效抑制转座元件活性、阻断病毒复制循环并微调宿主基因表达网络（Jadhav et al.，2024）。

目前，一般认为RNAi的核心通路有3种：短/小干扰RNA（siRNA）、微小RNA（microRNA，miRNA）和piwi互作RNA（Piwi-interaction RNA，piRNA），这些通路所涉及的步骤如图 1（Zhu et al.，2020）所示。当外源dsRNA跨越细胞膜进入细胞后被识别，随后被RNase Ⅲ酶Dicer切割，产生20~25 bp的小RNA双链，该过程依赖于Dicer的PAZ（PIWI-Argonaute-Zwille结构域）、解旋酶及RNase Ⅲ结构域协同构象变化，并在ATP存在时完成精确尺度的切割。所得的产物可分为两类：一是miRNA，由内源基因转录物加工而成，并在转录后水平精细调控发育、代谢及胁迫等相关重要作用（Asgari，2013）；二是源自dsRNA分子的siRNA，siRNA与RNA诱导沉默复合体（RNA-induced silencing complex, RISC）在ATP供能的情况下结合，寻找到与siRNA序列互补的靶mRNA进行切割，使mRNA降解，最终达到降低mRNA表达水平的作用（Bucher et al.，2002）。值得注意的是，尽管3种通路在底物来源、加工酶系及效应蛋白上存在差异，但均共享Dicer或Dicer样蛋白、Argonaute家族蛋白以及ATP依赖性解旋机制。这一核心模块的保守性也解释了为何从酵母到昆虫再到高等植物，均具备功能完备的RNAi系统，并可被外源dsRNA有效激活，用于基因功能解析或害虫防治（Christiaens et al.，2014）。大多数真核生物以及动植物，都具有Dicer酶和Argonaute蛋白，并有RNAi机制（Shabalina et al.，2008）。

图  1  昆虫3个不同RNAi途径的机制（图片来自Zhu et al.，2020）

Fig.  1  Mechanism of three kinds of RNAi pathway in insects (From Zhu et al., 2020)

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然而，RNAi的效率在不同生物体（Zhu et al.，2020）、组织（Wynant et al.，2012）和靶基因（Christiaens et al.，2020）之间均呈现出明显差异，已经成为RNAi技术从实验室走向田间应用的瓶颈。一般来说，鞘翅目昆虫普遍表现出较高的RNAi敏感性，而鳞翅目、双翅目、膜翅目和半翅目昆虫对dsRNA敏感性则相对较低（Cooper et al.，2019）。人们提出了许多假设来解释昆虫之间RNAi效率的差异：dsRNA的不稳定性、dsRNA内化不完全、核心RNAi机制缺陷、RNAi信号的全身传播受损、以及难降解的靶基因等都被认为是限制RNAi效率的关键因素（Cooper et al.，2019）。相比鳞翅目昆虫，鞘翅目昆虫摄取的dsRNA通过内吞作用和其他dsRNA转运体被肠道上皮细胞吸收，然后被释放到细胞质中加工成siRNA以触发RNAi，而不会在内涵体中大量积聚（Shukla et al.，2016）（图 2）。多组学证据指出，限制敏感性的首要关卡在于dsRNA的体内稳定性：鳞翅目中肠液富含高活性dsRNase，可在30 min内降解90%以上的裸露dsRNA，而鞘翅目同时间段降解率不足20%；且鳞翅目血清中存在一类30~40 kDa的RNA结合抑制因子，可与dsRNA形成非功能性复合物，进一步削弱有效浓度（Wang et al.，2016）。此外，系统传播能力也决定全身沉默深度——在鞘翅目血腔中，dsRNA可稳定存在24~48 h，并随血淋巴流动到达神经节与脂肪体；而鳞翅目血淋巴富含脂多糖结合蛋白，可与dsRNA形成200~400 nm的聚集颗粒，加速肝样细胞清除，致使半衰期缩短至4~6 h。（Yoon et al.，2018）。同时，Dicers结构和活性的差异及其底物的特异性，可能导致昆虫在处理dsRNA到siRNA的过程中存在显著差异。最后，靶基因自身的结构特征亦不可忽视：高GC含量或复杂二级结构的mRNA对RISC切割表现出更强的耐受性，该现象在dsRNA剂量受限的低敏感昆虫中尤为突出（Miller et al.，2012）。昆虫RNAi效率的差异是多层次、多环节协同作用的结果，亟需从dsRNA递送载体设计、核酸酶抑制、膜转运蛋白工程及靶序列优化等维度系统突破（Cao et al.，2018）。

图  2  鞘翅目和鳞翅目昆虫对dsRNA的摄取、细胞内运输和加工的区别（Zhu et al.，2020）

Fig.  2  Differences in the ingestion, intracellular transport and processing of dsRNA between Coleoptera and Lepidoptera (From Zhu et al., 2020)

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2.   昆虫RNAi研究中的递送方法

RNAi技术凭借其在基因沉默方面的高效性和特异性，及操作简便的优势，现已在昆虫学研究中得到广泛应用。dsRNA（200~600 bp）被递送到昆虫细胞系或注射到昆虫体内，从而诱导RNAi应答，这使得在没有生物信息学工具的情况下，更容易在实验室中实施，这也是RNAi在昆虫学研究中广泛应用的原因之一。当前，根据研究对象和实验目的不同，发展出了注射法、饲喂法、喷洒法、浸泡法和转基因法等多种dsRNA的递送方法。

2.1   注射法

注射法是在体外大量合成dsRNA，然后利用显微注射仪将一定剂量的dsRNA注射进入昆虫的体腔（血淋巴），让dsRNA通过昆虫的循环系统进入各个组织中，是RNAi研究中应用最广泛的方法，这种方法主要用于昆虫的基因功能分析，从20世纪初至今，大量未知功能基因就是利用了这一方案进行阐述的。显微注射的优点是递送效率高，能将准确剂量的dsRNA立即且直接输送到各个发育阶段的昆虫体内以及特定的器官（Shi et al.，2017）。注射是最直接的应用方法，也是应用最多的案例，最早在线虫中的研究即是通过注射的方法使dsRNA进入虫体（Bettencourt et al.，2002）。随后，大量的研究表明注射法的可行性与便捷性，如：有研究表明，注射30 ng dsNlCHSA至褐飞虱Nilaparvata lugens 2龄若虫，72 h内几丁质合成酶表达量下降90%，若虫蜕皮失败率达95%（Li et al.，2017）。迄今为止在地中海实蝇Ceratitis capitata、库蠓Culicoides、褐飞虱、棉铃虫Helicoverpa armigera、棕尾别麻蝇Sarcophaga peregrina、蚊子（Anopheles，Aedes，Culex）等数百种害虫中均有成功案例（Li et al.，2017；Wise et al.，2022；Feng et al.，2023；Lu et al.，2023a；Ortola et al.，2023；Yadav et al.，2023；Zhu et al.，2023）。

注射法的优点是使用的dsRNA量相对较少，同时可以用于不处于取食阶段的昆虫，如卵期、蛹期和不取食的部分成虫，并且干扰后的表型相对饲喂法等产生的可能性更大、更直观。但注射法无可避免地存在一些缺点：首先是操作较为繁琐，因注射会用到极细的玻璃微量注射针，并且需要在显微镜下使用专业的微量注射仪将dsRNA注射进昆虫体内，操作上不如饲喂法和浸泡简单；其次，注射法会对虫体产生一定的机械损伤，容易造成昆虫的损伤而引起死亡，尤其在小型昆虫中具有局限性，因此需要多次试验，优化注射的针头以及注射位置等；最后，因为显微注射需要熟练且精细的操作技巧，且操作耗时较长，仅适用于实验室内的小批量研究试验，而不适用于其他较大规模的试验。

此外，利用植物内循环递送dsRNA到昆虫体内，也被证实是一种行之可效的害虫控制方法（Singewar et al.，2023），其方法是对植物尤其是一些高大树木进行枝干注射，利用树木的维管系统将作物保护材料运输到树冠。该技术尤其适用于对紫外线敏感性较高的生物农药进行保护和应用。相较于传统喷雾法，树干注射能确保最大限度地将作物保护材料输送到树冠，同时最大限度地减少环境污染和脱靶效应。该技术对多种害虫（如食叶类和刺吸类害虫）均展现出良好的防治效果。如对苹果树干注射靶向苹果蠹蛾Cydia pomonella肌动蛋白（Actin）的dsRNA（2 mg/株），叶片会持续表达21 d，苹果蠹蛾的初孵幼虫校正死亡率稳定在70%以上。目前，该技术已在美国进入商业化前试点（Arends et al.，2006）。但该技术目前仍有一定的局限性，对果树树干注射传递dsRNA的研究仅限于半田间条件下的盆栽树木，且对叶片内dsRNA持久性的观测仅持续数天或数周。

2.2   饲喂法

另一种昆虫RNAi最为便捷的递送方法就是将体外合成的dsRNA与昆虫食物进行物理混配，随后饲喂昆虫。注射法和饲喂法在不同昆虫中都能够有效地使靶标基因沉默，但通过昆虫主动取食的方式明显比注射更方便快捷。其次，饲喂法不会造成不必要的机械损伤，从而减少试验结果的误差，dsRNA与饲料混合方便，则有利于进行大规模的研究基因功能，从而大大节约了RNAi的时间成本。当然，饲喂法在应用过程中也存在一些弱点。昆虫取食dsRNA后，一般在肠道进行吸收，因此肠道细胞对dsRNA的吸收和转运效率就会影响干扰效果，因此多数饲喂法的干扰效率远低于注射法，饲喂法就需要更高的dsRNA浓度可能才会达到预期效果。如，在对甜菜夜蛾Spodoptera exigua的RNAi试验证实，单次饲喂很难发生明显的RNAi效应，只有通过持续多次喂食dsRNA才能产生与一次注射相似的RNAi效果（田宏刚等，2013）。而在东亚飞蝗Locusta migratoria的RNAi中，通过注射而递送dsRNA的效率明显高于饲喂法，其主要原因可能是昆虫肠道中双链核糖核酸酶（dsRNases）会导致进入肠道的dsRNA降解（Song et al.，2019）。Timmons等（2001）为了解决饲喂法对dsRNA所需剂量较高的问题，开发了一种基于细菌表达dsRNA的新技术，结果显示当线虫摄入这些表达dsRNA的细菌后，能够对目的基因产生特异且有效的干扰。此外，在意大利蜜蜂Apis mellifera中，将表达以色列急性麻痹病毒（IAPV）片段的重组大肠杆菌掺入糖浆，可在7 d内使病毒载量下降，且未观察到对工蜂存活及学习行为的负面影响；家蚕Bombyx mori经口摄入携带家蚕核型多角体病毒（BmNPV）ie-1基因片段的工程菌后，24 h即可在血淋巴中检测到特异性siRNA，72 h病毒复制水平降低至对照的4%（Vogel et al.，2018）。饲喂法RNAi的效率瓶颈主要集中于肠道环境的理化屏障及核酸酶降解，通过载体工程、表达系统改良及宿主因子干预，可在保持操作简便性的同时显著提升沉默效果，为规模化害虫治理及有益昆虫疾病控制提供可行路径（Vogel et al.，2018）。

2.3   喷洒或浸泡法

饲喂方案的可行性研究已经证实，RNAi技术可以实现基于外源应用实现害虫防治的效果，基于此，众多的研究发现外源应用于植物组织的dsRNA可以诱导RNA介导的靶向害虫或病原基因的沉默。目前，采用传统的局部施用dsRNA的方法，例如直接接触（Killiny et al.，2014）、叶面喷雾剂（Jain et al.，2022）、树干注射（Avila et al.，2018）和全株喷雾（Biedenkopf et al.，2020）等均可成功诱导RNAi通路（Bragg et al.，2022）。

喷雾诱导基因沉默（Spray-Induced Gene Silencing，SIGS）和其他外源应用技术，如根或种子浸泡、树干注射、叶柄吸收和机械接种等，都能够有效沉默目标生物的靶基因，且不引入基因组中的可遗传变化以替代转基因植物提高植物抗性。例如，通过外部应用细菌生产或体外合成的长dsRNA、hpRNA或siRNA诱导植物对真菌、昆虫和病毒的抗性，这些RNA旨在选择性地针对害虫和病原体的基本基因。一些研究也表明，局部应用的dsRNA可以作用于处理过的植物区域和远端未处理的部分，如在机械损伤后，dsRNA通过植物维管系统全身性易位（Tiwari et al.，2011）。Hunter等人表明，当2.5 m高的柑橘树通过根部浸泡和树干注射暴露于体外转录的dsRNA时，dsRNA被运输到植物的顶端部分（Hunter et al.，2012）。叶面喷雾靶向柑橘木虱CYP4基因的dsRNA（200 ng/叶），7 d后木虱成虫死亡率为68%，产卵量下降55%（Killiny et al.，2014）。这些研究清晰地表明，植物细胞可以主动吸收外源dsRNA。

由于dsRNA的吸收和韧皮部可利用性有限，限制了基于RNA干扰的生物农药的开发。在几篇关于植物内源性基因和转基因的高效传递方法的报道中，已经描述了通过外部应用裸dsRNA或脂质体、生物粘土、人工细胞外囊泡（Extracellular Vesicles，EV）保护的dsRNA或与纳米颗粒或蛋白质载体复合的dsRNA来下调植物内源性基因和转基因的方法（Jain et al.，2022），其中纳米载体具有高度的选择性（Rank et al.，2021），有助于外源dsRNA穿透害虫肠道的周营养膜和体壁等屏障（Saxena et al.，2022）。

2.4   转基因植物法

有学者将转基因植物法归入饲喂法大类中，该方法是利用转基因植物表达dsRNA以实现对昆虫的RNAi效应。其方法是首先将反向重复序列克隆到质粒载体中，以构建转基因表达载体，然后将其导入根瘤农杆菌中，利用根瘤农杆菌去侵染目标植物，从而部分质粒载体就整合到了植物的基因组中。目前已经有一些成功案例，如分别将玉米根叶甲Diabrotica virgifera和棉铃虫Helicoverpa armigera的靶标dsRNA转入玉米和棉花中，得到了具有较好抗虫效果的转基因抗虫植物（Baum et al.，2007；Mao et al.，2007；Ramaseshadri et al.，2013）。也有研究者开发了在植物质体（如叶绿体）中特异性表达dsRNA的转基因抗虫植物，在叶绿体中特异表达Actin基因dsRNA的马铃薯植株可用来饲喂马铃薯甲虫，其死亡率可达到100%（Zhang et al.，2015；Zhang et al.，2017）。

拜耳孟山都（Bayer/Monsanto）公司最早开发了SmartStax Pro（Mon87411）玉米种子于2017年上市，并与2021年在我国拿到安全许可证，最早实现了RNAi技术在转基因抗虫方向的技术应用。截至目前，共有5款基于RNAi技术的转基因产品上市，分别是Dow AgroSciences（DP23211；2021）；Bayer（VT4PROTM，2022）；Corteva Agriscience（VorceedTM Enlist^®，2022）；Bayer（MON95275，2023），这些产品的出现，更进一步证实了RNAi技术不同路径下的商业化可行性。

3.   影响dsRNA递送效率的关键因素分析

尽管多种递送方法已被广泛应用于昆虫RNAi研究，但其干扰效率常因多种因素而显著波动（王海绮等，2025）。系统梳理这些影响因素，有助于优化实验设计、提高RNAi成功率，并推动其在害虫防控中的实际应用。

3.1   昆虫自身因素

昆虫种类、发育阶段及生理状态是影响dsRNA递送效率的核心内在因素（Tian et al.，2004）。不同昆虫对dsRNA的敏感性和摄取机制差异显著（Spit et al.，2017）。鞘翅目（如赤拟谷盗）因具备特异的dsRNA内吞转运体及Staufen蛋白，对dsRNA高度敏感，其沉默效率可达注射量的80%以上，而鳞翅目（如棉铃虫）则常因肠道dsRNase活性高、dsRNA内吞效率低而表现出抗性，同等剂量下沉默效率不足30%（Swevers et al.，2013）。同一昆虫在不同发育阶段也存在梯度变化，幼虫期通常比成虫更易摄取dsRNA，尤其是咀嚼式口器昆虫的幼龄阶段，如甜菜夜蛾1龄幼虫取食dsRNA后靶基因下调幅度是5龄幼虫的2.4倍（Christiaens et al.，2018）。而蛹期或卵期因摄食停止，则需要依赖注射法，如棕尾别麻蝇蛹期的RNAi（Samerjai et al.，2021）。此外体壁厚度、血脑屏障及中肠pH值均会限制dsRNA的全身扩散，昆虫中肠上皮的通透性、血脑屏障的存在（如蝗虫）以及体壁的几丁质厚度（如甲虫成虫）均可能阻碍dsRNA的全身扩散（Zuhorn et al.，2007）。

3.2   环境因素

外部环境条件可通过影响dsRNA稳定性或昆虫行为间接调控递送效果（Cooper et al.，2019）。首先是温度与湿度，温度 > 30℃时，加速dsRNA降解，如裸露dsRNA在叶片上的半衰期缩短至4 h，而70%以上相对湿度可显著提高昆虫的取食量，间接增强RNAi效果（Yan et al.，2020）。如，东亚飞蝗在湿度70%以上时取食量增加20%（Song et al.，2019）。其次，田间紫外线照射可破坏dsRNA结构，可在6 h内降解50%以上的裸露dsRNA（Thakre et al.，2024）。而纳米材料（如壳聚糖、介孔二氧化硅）或脂质体包裹能有效对冲环境压力，使叶片表面dsRNA滞留时间由24 h延长至7 d，并且增强穿透昆虫体壁的能力（Luo et al.，2025）。此外，植物叶片表面的pH值（如柑橘叶pH5.5）可能影响dsRNA的吸附效率（Bernhardt et al.，2012）。

3.3   dsRNA在细胞外环境的稳定性

在RNAi实验中，dsRNA通常被注射到体腔或饲喂给昆虫（Parise et al.，2024）。因此，dsRNA在细胞摄取之前需在血淋巴或肠道内“存活”（Li et al.，2023）。然而，昆虫体内的dsRNase可以快速降解外源dsRNA，从而降低昆虫体内RNAi的效率，dsRNase则被认为是dsRNA不稳定的关键因子。dsRNase的表达又受外源dsRNA诱导、发育阶段及饥饿状态等多种因素的影响，这也解释了为何同一物种的不同发育阶段，或不同试验方案下，RNAi的效果差异很大（Gao et al.，2024）。在某些情况下，暴露于外源性dsRNA会上调dsRNase的基因表达，这表明dsRNase可能是一种病毒防御机制，而在其他情况下，dsRNase基因表达因生命阶段和饥饿反应而异（Necira et al.，2024）。靶向核酸酶表达最低的组织和生命阶段可以用来克服昆虫dsRNA的稳定性问题，或者可以使用持续暴露于dsRNA来克服dsRNA的降解（Leggewie et al.，2023）。其次，dsRNA分子自身的特性也会影响其稳定性。如，较长的dsRNA分子通常含有更多酶切位点，因此比短链dsRNA更易被降解；而GC含量较高的区域因通过3个氢键形成更稳定的碱基配对，从而增强了整体结构的稳定性。此外，外界环境因素如温度、pH值和离子强度等也会显著影响dsRNA的稳定性。

3.4   细胞对dsRNA的摄取效率

即便dsRNA在细胞外稳定存在，能否被靶细胞摄取仍是决定RNAi成败的第二道关卡。研究发现在蝶类、鞘翅目与直翅目中，dsRNA首先与膜表面清道夫受体结合，继而触发网格蛋白包被小窝的形成，通过经典的网格蛋白依赖内吞完成跨膜转运（Koo et al.，2025）。该通路摄取dsRNA时受到“尺寸门控”与“表达门控”双重限制：首先，片段若低于60~100 bp，受体识别亲和力骤降，几乎无法启动内吞，具有明显的大小依赖性（Cordoba et al.，2025）；其次，持续口服dsRNA会在24~48 h内显著下调受体与衔接蛋白的mRNA水平，导致RNAi效率降低最长达30 d（Zhang et al.，2024）。下调机制与血淋巴中多不饱和脂肪酸比例（亚油酸/花生四烯酸）相关，该比例通过改变膜流动性、柔韧性与衔接蛋白结合能力进行膜脂重塑，削弱衔接蛋白AP-2同膜磷脂PIP₂的结合力，进而抑制网格蛋白外壳的组装与膜曲率形成（Dang et al.，2025）。dsRNA摄取的限制可以通过带正电荷的亲脂性转染试剂和纳米颗粒来克服，这些试剂和纳米颗粒可以增强核酸对质膜的渗透（Dalaison-Fuentes et al.，2023）。而将秀丽隐杆线虫的dsRNA跨膜通道Sid-1同源蛋白重组表达于家蚕及黑腹线虫培养细胞，则可在遗传层面直接提升dsRNA通量，从源头缓解摄取限制（Dang et al.，2025）。

4.   展望

粮食安全受到包括病虫草害在内的生物因素严重影响，然而现阶段对作物的保护主要依赖于化学农药。化学农药的大量使用，带来了一系列的诸如食品安全、环境残留等问题，因此需要一种更可持续和对环境更友好的替代方案。RNAi技术自发现以来，已在昆虫基因功能研究、害虫防控等领域展现出巨大潜力，被称为“农药史上的第三次科技革命”。该技术不仅推动了对害虫生物学和杀虫剂作用机制的深入理解，也为绿色防控提供了新路径。尽管目前尚存在一些问题，应用中有诸多挑战，但正如大量研究表明的那样，RNAi在提高作物抗性，特别是对病原体的抗性方面，这项技术将成为未来可靠和重要的方法。

RNAi技术促进了对害虫生物学、杀虫剂靶点和杀虫剂抗性发展的了解。在过去的25年里，如果没有RNAi技术的使用，大多数对非模式昆虫的研究是不可能的（Yan et al.，2024）。RNA干扰（RNAi）作为一种简单、快速的沉默各种生物基因的方法，广泛应用于基因功能和遗传学研究。同时，RNAi被开发为一种新型的害虫管理策略。通过显微注射、摄入或浸泡递送的双链RNA（dsRNA）可有效沉默害虫中的靶标基因，而饲喂和局部递送等方法可用于实际应用（Lu et al.，2023b）。尽管RNAi在植物及其病原体中的分子过程仍有许多有待探索和了解的地方，但现有研究表明，外源RNAi技术是用于基因功能分析和害虫防治的强大工具，根据不同的物种和目的开发了不同的dsRNA使用方案。例如：显微注射对于大多数昆虫和其他害虫的基因功能研究是有效的；浸泡和非转化喂养方法成本较低且更易于使用；摄取适用于高通量基因筛选，这些都是具有潜在应用价值的研究。

本文系统综述了dsRNA在昆虫中的主要递送方法（包括注射、饲喂、喷洒浸泡及转基因植物介导等），并分析了影响其递送效率的关键因素，如昆虫种类、发育阶段、环境条件以及dsRNA的稳定性和递送载体等。研究表明，不同递送方式各有优劣，适用范围和效率也存在显著差异。例如，注射法效率高但操作复杂，饲喂法更便于应用但易受消化道环境限制，喷洒浸泡法适合田间操作却面临环境降解挑战，而转基因植物法则可实现持续抗虫但研发和监管门槛较高。

展望未来，基于RNAi的生物防治有巨大潜力，有希望替代部分化学农药，并且随着绿光公司针对马铃薯甲虫的ledprona产品获得EPA授权许可，将迎来RNA生物农药的快速发展。今后研究可重点关注以下方向：1）开发高效、稳定且安全的纳米递送系统，提高dsRNA在田间条件下的持久性和穿透效率；2）阐明不同昆虫中RNAi机制差异，尤其针对低敏感性物种探索新型靶基因和递送策略；3）推动RNAi与其他绿色防控技术（如生物农药、天敌昆虫等）的集成应用，构建多元、协同的害虫综合治理体系；4）加强RNAi产品的环境安全性与生态风险评估，建立科学规范的监管政策与国际互认标准。然而，针对RNAi技术的应用依然存在众多限制，可采取以下应对策略：1）针对不同物种，选择具有针对性的高效RNAi靶基因及递送方式；2）提高dsRNA在环境中的持久性与稳定性，并评估其后续影响；3）提升作物遗传转化效率，拓展质体转化等技术的应用范围；4）开展协同互用策略，推动RNAi与其他防控体系的兼容与整合；5）开发同时针对多种病虫害的RNAi策略；6）为RNA生物农药的商业化建立共识监管体系（Yan et al.，2024）。

综上所述，虽然RNAi技术依然存在众多问题，但这项技术的发展在未来病虫害防治领域必然会发挥非常重要的作用，其产品将以一种与环境更相容的方式改善植物免受外来生物胁迫，正如欧洲所表明的绿色协议中预期的新线路所述，这项技术必将为人类的绿色生活带来相应的改变（Gebremichael et al.，2021）。