Function of PP2A a subunit in limb regeneration of Periplaneta americana
-
摘要:
本研究旨在阐明蛋白磷酸酶2A支架亚基a（Protein phosphatase 2A subunit a，PP2Aa）在美洲大蠊Periplaneta americana断肢再生中的功能。利用生物信息学分析了PP2Aa蛋白的系统进化关系以及氨基酸序列的保守性。利用实时荧光定量PCR技术（RT-PCR）检测了PP2Aa在美洲大蠊断肢后不同时间点的表达水平，结果显示，在断肢后3~120 h内PP2Aa表达量上调，断肢240 h后PP2Aa表达量下降，暗示PP2Aa参与了美洲大蠊断肢再生过程中的基芽形成和形态建成。通过注射PP2Aa dsRNA以干扰其表达，发现抑制PP2Aa表达严重抑制了美洲大蠊的断肢再生，表明PP2Aa在美洲大蠊的断肢再生的过程中发挥重要作用。进一步利用EdU和DAPI染色技术证实干扰PP2Aa后，细胞增殖过程受到抑制，并且断肢处没有明显的再生腿出现，说明PP2Aa通过调控细胞增殖来促进断肢再生的进程。PP2A是一种广泛存在并且进化上非常保守的丝氨酸/苏氨酸磷酸酶，研究结果为进一步解析高等哺乳动物有限的再生能力奠定了基础。
Abstract:This study aimed to investigate the role of the protein phosphatase 2A regulatory subunit a (PP2Aa) in limb regeneration in Periplaneta americana. Bioinformatics analyses were conducted to assess the phylogenetic relationship and amino acid sequence conservation of the PP2Aa protein. Quantitative real-time PCR (RT-PCR) was used to measure PP2Aa expression at various time points following limb amputation. The results revealed that PP2Aa expression upregulated between 3 and 120 hours post-amputation, with a subsequent decline after 240 hours. These findings suggest that PP2Aa was involved in blastema formation and morphogenesis during limb regeneration in P. americana. Furthermore, the injection of PP2Aa dsRNA to inhibit its expression significantly impaired limb regeneration of P. americana, highlighting the critical role of PP2Aa in this process. Further studies using EdU and DAPI staining confirmed that the disruption of PP2Aa expression inhibited cell proliferation, preventing the formation of a visible regenerated limb at the amputation site. These results suggested that PP2Aa played a crucial role in promoting limb regeneration by regulating cell proliferation. As a widely-distributed and evolutionarily conserved serine/threonine phosphatase, PP2A may serve as a key regulator in this process. These findings lay the groundwork for further exploration of the limited regenerative capacity of higher mammals.
-
再生指的是生物体组织或器官受损后，能够在损伤部位基础上重新生成部分或全部组织结构的现象。众多物种拥有各自不同程度的再生潜能，而这些潜能因物种差异而显著不同，例如涡虫和水螅，它们能够再生出整个身体，显示出极强的再生潜力（Poss，2010）；斑马鱼、蝌蚪和蝾螈则能够再生尾巴或其他附肢（Tanaka，2016；Joven et al.，2019；Lust and Tanaka，2019）。相比之下，陆地上的脊椎动物，特别是哺乳动物，再生能力展现出较为局限的特点，举例来说，小鼠与人类仅具备部分特定器官的再生潜能。如新生小鼠的指尖和人类的肝脏（Goldman and Poss，2020）。昆虫等节肢动物的再生能力存在显著差异，其中完全变态昆虫如果蝇的再生能力较弱，而不完全变态昆虫如蝗虫、蟋蟀则展现出更强的再生能力（Maruzzo et al.，2008）。组织器官再生是生命科学领域的前沿课题，一直以来都吸引着科学家们深入研究其背后的机制。昆虫肢体再生与其他节肢动物附肢再生相似，主要概括伤口修复、基芽形成和形态建成3个过程（Seifert et al.，2012）。昆虫截肢后，血淋巴在伤口处硬化形成结痂，之后肌肉逐渐退化，血细胞逐渐堆积（Mito et al.，2002；Alwes et al.，2016）。同时，伤口附近的表皮细胞及其细胞核的扩大，细胞从覆盖的角质层上脱落，该过程为表皮细胞的活化。随后表皮细胞迁移至伤口下方形成连续的表皮层。值得注意的是，伤口愈合依赖于细胞迁移而非增殖（Truby，1983；Mito et al.，2002）。基芽是去分化细胞的异质群体，其充当未分化和多能干细胞或祖细胞（Tamura et al.，2010）。基芽的形成标志着再生的开始，基芽由表皮细胞和中胚层细胞组成，后者增殖形成前体细胞（Chablais and Jazwinska，2010；Fernando et al.，2011；Simkin et al.，2015），最终再生失去的附肢。基芽形成是再生的关键，在大多数具有强大再生能力的动物中，再生通常涉及在损伤部位形成基芽，以此分化成许多缺失组织（Tanaka and Reddien，2011；Scimone et al.，2022）。而许多哺乳动物在截肢后无法再生，是因为伤口形成疤痕组织而非基芽。基芽形成后便迅速增殖，失去的附肢进入形态建成阶段，由远端先于近端的方式再生出完整肢体，直至再生完成。
美洲大蠊Periplaneta americana属于节肢动物门昆虫纲蜚蠊目，俗称“小强”，具有极强的生存能力（Ren et al.，2023）。美洲大蠊强大的生存能力离不开其强大的损伤修复和断肢再生能力，而其再生能力主要体现在附肢再生这一方面，美洲大蠊在若虫期间腿部损伤或丢失后，仅仅经过一个龄期就能复刻出完整的附肢（Li et al.，2018）。美洲大蠊具备3对足，这些足分别位于其前胸、中胸及后胸的下方。每一只足都由5个部分组成，依次是基节、转节、腿节、胫节和跗节。其缺失不同部位，再生情况也有所不同，若截断发生在转节以下的位置，美洲大蠊有能力再生出完整的足。然而，当截断涉及转节本身，或是包含部分基节乃至整个基节时，其再生的能力将受限，可能无法完全再生或根本无法再生。由此也可以得知美洲大蠊足再生的关键部分是转节和基节（Li et al.，2018）。美洲大蠊附肢再生需要蜕皮，在蜕皮后其恢复原有附肢大小和形态。
蛋白磷酸酶2A（PP2A）是一类丝氨酸/苏氨酸磷酸酶，负责调节蛋白丝氨酸/苏氨酸位点的去磷酸化过程，从而对抗细胞激酶的活性。PP2A由支架亚基a、催化亚基c和许多种底物导向的调节亚基b组成，这些亚基中的每一个都表现出不同的结构和催化活性（Ronk et al.，2022）。PP2A作为广泛存在的去磷酸化酶，参与对众多信号通路的调控，如胰岛素信号通路、Hippo信号通路、JAK/STAT信号通路等，而且PP2A作为ERK信号通路的上游已在哺乳动物中被发现（Lu et al.，2022），参与了细胞周期调控、信号转导、代谢调节等多个重要生理过程。PP2A家族对于组织和器官再生的作用展现出截然不同的表象，例如PP2A在棘鼠Acomys cahirinus中，能够通过去磷酸化从而维持Yap在核中的定位，从而促进其耳部的再生（Brewer et al.，2021）；而PP2A在小鼠中则通过调控AKT/GSK3β/Cyclin D1通路终止肝脏的再生（Lai et al.，2016）。然而PP2A对于动物肢体的再生却很少有报道。
本研究旨在首先探究PP2Aa的系统进化关系和氨基酸序列保守性，并解析其在肢体再生过程中的表达模式。同时，进一步通过RNA干扰方式检测PP2Aa对于肢体再生的功能和调控的细胞学过程。这些结果将为进一步解析不同动物肢体再生能力差异分化奠定基础。
1. 材料与方法
1.1 试验材料
1.1.1 昆虫的饲养和断肢处理
美洲大蠊购自云南京新生物科技有限公司。每个月收集一次卵鞘，集中进行预孵化处理，卵鞘寄来后取适量卵鞘平铺于透明塑料盒中，放置在28~30℃恒温养虫房的人工气候箱中，设置人工气候箱温度为28℃，相对湿度为70%。孵化后的若虫饲养于透明塑料罐，置于温度为27~29℃、相对湿度为65%~75%的恒温恒湿培养箱中，并提供充足的饲料和水。
取样时间：挑取蜕皮美洲大蠊4龄若虫（约30~35 d）置于培养罐中，隔天对后足进行断肢处理，截断后足的转节以下部分，分别在断肢后0、3、6、24、72、120、240 h后，取基节和转节部分。基节和转节数量为2 × 10头美洲大蠊，共20头，于-80℃保存备用。
1.1.2 主要试剂
AG RNAex Pro RNA extract reagent，Accurate Biology；核酸分子量标准DL2000，TaKaRa；AxyPrep DNA凝胶回收试剂盒，北京擎科生物科技股份有限公司；T7 RiboMAXTM Express RNAi System，Promega；2 × Hieff ®PCR Master Mix，上海碧云天生物技术有限公司；Hieff ®qPCR SYBR Green，翌圣生物科技（上海）股份有限公司；BeyoClickTM EdU细胞增殖检测试剂盒，上海碧云天生物技术有限公司；DAPI，Sigma-Aldrich，USA等。
1.2 试验方法
1.2.1 美洲大蠊总RNA提取及反转录为cDNA
按照Trizol提取动物组织总RNA的方法，提取美洲大蠊足部的总RNA，测定其浓度和纯度后通过琼脂糖凝胶电泳检测其完整性。按照cDNA合成试剂盒说明书，以提取的总RNA为模板，以Oligo dT为引物反转录合成cDNA链。
1.2.2 PCR扩增目的基因并回收纯化
使用PrimeSTAR Max DNA扩增酶、LA Taq DNA扩增酶扩增目的基因。总体系为50 μL：25 μL 2 × PrimeSTAR Max Premix，1 μL cDNA模板，上下游引物各1 μL，补充去离子水至50 μL。反应条件为：98℃预变性3 min；98℃ 30 s，56℃ 30 s，72℃ 1 min，35个循环后72℃最终延伸10 min；扩增后4℃保存。PCR产物使用1%琼脂糖凝胶进行电泳检测和纯化。
体外转录所用T7 DNA模版扩增：将提取的含有目的基因的质粒稀释至20 ng/µL并以此作为模板。使用带有T7启动子的引物以及2 × HieffTM PCR Master Mix预混酶液进PCR。体系同PrimeSTAR Max DNA扩增酶，程序同上（预变性和变性温度为94℃）。PCR产物使用1%琼脂糖凝胶进行电泳纯化。
依据AxyPrep DNA凝胶回收试剂盒的相关步骤，回收并纯化PCR产物，测浓度和纯度后，放置-20℃备用。
1.2.3 系统学分析
为了解PP2Aa对于断肢再生在进化上的关系，本研究选用了具备肢体再生能力的物种，分别为美洲大蠊、蟋蟀Anabrus simplex、黑腹果蝇Drosophila melanogaster、非洲爪蟾Xenopus laevis、斑马鱼Danio rerio以及肢体再生能力有限的小鼠Mus musculus以及智人Homo sapiens的PP2Aa亚基进行了系统进化树分析。使用MEGA11.0软件中的MUSCLE工具对7种动物的PP2Aa蛋白进行多序列比对，并采用Neighbor-Joining算法构建系统发育树，设置Bootstrap重采样次数为1 000，其余参数保持默认。利用GeneDoc软件进行氨基酸序列同源性分析。
1.2.4 PP2Aa基因在不同再生时间的表达
运用RT-PCR方法对美洲大蠊PP2Aa基因在不同再生时间的表达情况进行测定。相关引物序列如表 1所示。反应体系的总体积为20 μL，其中包括Hieff® qPCR SYBR Green Master Mix 10 μL，上下游引物各0.5 μL，cDNA 1 μL，去离子水补充至20 μL。反应条件设置为：95℃ 15 min；95℃ 10 s，59℃ 30 s，40个循环；反应结束后先加热到95℃ 15 s，然后降至60℃ 1 min，最后加热到95℃ 15 s。记录荧光信号变化，以得出扩增产物的融解曲线。
表 1 RT-PCR引物Table 1 RT-PCR primers基因名称 Gene name 正向引物（5’→3’） Forward primer（5’→3’） 反向引物（5’→3’） Reverse primer（5’→3’） Pa PP2Aa GGACCAGATCATGTACATTGTTTG GCTGTACTAGGGGTACAAAGTGTG Pa Actin CATCCTGCGTTTGGATCTGG TTTCTCGTTCGGCAGTGGTG 1.2.5 PP2Aa基因的RNA干扰及表型观察
本试验使用T7 RiboMAXTM Express RNAi System试剂盒，按照说明书配制下表反应体系，总体积为20 µL：10 µL 2 × Express Buffer，2 µL T7 Express Enzyme，8 µL T7 PCR产物。按照说明书操作合成dsRNA并将其稀释至1 mg/mL备用。
挑取蜕皮美洲大蠊4龄若虫（约30~35 d）置于培养罐中，次日，将制备完成的dsRNA注射1 µg至大蠊腹部倒数第二至第三腹节之间，共20头；将注射ds Mock的组作为阴性对照组，共20头。注射完6 h后对其进行断肢处理。每日定时观察其生理状态、蜕皮（12~15 d）情况及表型并记录。
1.2.6 冷冻切片及免疫组化
取断肢后240 h的美洲大蠊基转节部分，并在取材前6 h注射EdU。随后，经过固定、脱水、包埋等处理，对转节部分进行冷冻切片。根据BeyoClickTM EdU试剂盒的操作对切片进行染色。之后使用DAPI进行细胞核染色，最后封片，并在激光共聚焦荧光显微镜下进行观察。
2. 结果与分析
2.1 PP2Aa蛋白序列的系统发育分析
为了解PP2Aa对于断肢再生在进化上的关系，本研究选用了具备肢体再生能力的物种，分别为美洲大蠊、蟋蟀、黑腹果蝇、非洲爪蟾、斑马鱼、以及肢体再生能力有限的小鼠以及智人的PP2Aa亚基进行了系统进化树分析（图 1）。结果显示，肢体（包含附肢）再生能力强的物种，美洲大蠊、蟋蟀、黑腹果蝇、非洲爪蟾、斑马鱼的PP2Aa聚为一支，而肢体再生能力有限的小鼠以及智人的PP2Aa聚为一支，暗示着PP2A在进化上的差异可能是肢体再生能力差异分化的决定因素之一。
图 1 美洲大蠊PP2Aa蛋白与其它已知动物蛋白PP2Aa蛋白的系统发育树Fig. 1 Phylogenetic tree of the Periplaneta americana PP2Aa protein and other known animal PP2Aa proteins
下载:
全尺寸图片
2.2 PP2Aa氨基酸序列同源性分析
利用GeneDoc软件进行氨基酸序列比对分析，对比了7个不同物种的PP2Aa氨基酸序列。结果显示，将美洲大蠊的PP2Aa氨基酸序列作为参照时，发现其余6个物种的PP2Aa氨基酸序列呈现出高度保守的特点（图 2）。这些物种的PP2Aa氨基酸序列存在大量的相同或相似氨基酸，这表明它们在进化过程中承受了相似的选择压力，从而保留了这些对功能至关重要的氨基酸残基。这种高度保守性体现了PP2Aa在生物体内的重要功能。
图 2 美洲大蠊PP2Aa氨基酸序列与其它昆虫PP2Aa氨基酸序列比对Fig. 2 Alignment of the amino acid sequence of Periplaneta americana PP2Aa with the PP2Aa amino acid sequences of other insects下载:
全尺寸图片
2.3 PP2Aa在断肢后之后不同时间基因表达模式
采用实时荧光定量PCR技术，探究了美洲大蠊在断肢后不同时间点（3、6、24、72、120、240 h）PP2Aa基因的表达模式（图 3），0~24 h为损伤修复期，24~72 h为基芽形成期，120~240 h为形态建成期。结果显示：将断肢后0 h的美洲大蠊PP2Aa基因表达量设为对照组，在断肢后3 h至120 h期间，该基因的表达量显著升高；然而，到了断肢后240 h，其表达量相较于对照组则出现了显著性下降，说明PP2Aa的表达能够迅速响应损伤，进而调控美洲大蠊断肢再生的基芽形成和早期形态建成。
图 3 美洲大蠊PP2Aa在断肢后不同时间基因的表达模式分析注：采用单因素方差分析对数据进行分析，试验组与对照组（0 h）相比，*表示差异显著（P＜0.05），**表示差异极显著（P＜0.01）。Fig. 3 Analysis of the gene expression pattern of Periplaneta americana PP2Aa at different time points following limb amputationNote: Data were analyzed using one-way ANOVA. * indicated a significant difference (P < 0.05) and ** indicated a highly significant difference (P < 0.01) compared to the control group (0 h).下载:
全尺寸图片
2.4 PP2Aa的RNAi功能分析
通过RNA干扰（RNAi）技术干扰PP2Aa基因，以验证其在美洲大蠊断肢再生过程中所发挥的作用。通过设计特异性的dsRNA靶向PP2Aa基因，进行基因沉默，并将处理组与dsMock对照组进行比较。通过观察断肢再生的表型（图 4），dsMock对照组再生腿非常完整，而干扰PP2Aa基因的美洲大蠊表现出明显的肢体再生不完全，未能再生形成正常的腿部结构。由此可见，PP2Aa基因在美洲大蠊的断肢再生过程中起着重要的调控作用，其正常功能对于断肢的恢复和再生至关重要。
图 4 干扰PP2Aa后美洲大蠊断肢再生表型Fig. 4 Limb regeneration phenotype of Periplaneta americana following PP2Aa interference下载:
全尺寸图片
2.5 干扰PP2Aa后细胞增殖检测
为了探究PP2Aa在美洲大蠊断肢再生过程中调控的细胞学过程，进一步RNA干扰PP2Aa后进行了，细胞增殖（EdU染色）和形态（DAPI染色）检测（图 5）。结果显示，dsMock对照组，断肢后240 h后，再生腿已经初步具备完整形态，并且EdU染色显示再生腿正在处于大量细胞增殖阶段（图 5-A）；而干扰PP2Aa后，断肢出EdU的信号与对照相比接近消失，但是受损的断肢损伤修复过程没有受到明显影响（图 5-B）。由此推测PP2Aa是通过调控细胞增殖进而调控美洲大蠊的断肢再生。
图 5 干扰PP2Aa后美洲大蠊断肢处细胞增殖检测Fig. 5 Cell proliferation at the limb amputation site of Periplaneta americana following PP2Aa interference下载:
全尺寸图片
3. 结论与讨论
本研究深入探讨了美洲大蠊PP2Aa基因的分子特征及其功能分化，揭示了该基因在昆虫断肢再生中的关键作用。系统发育分析和氨基酸序列比对显示，PP2Aa基因在美洲大蠊及其他高再生能力物种中具有高度保守性，提示其可能在这些再生模型中发挥相似功能。通过对断肢后不同时间点的基因表达分析发现，PP2Aa基因在再生早期（3~120 h）表达显著升高，而在240 h时下降。这一表达模式表明，PP2Aa基因可能在再生初期通过调控细胞增殖、分化及组织重建发挥重要作用。为进一步验证PP2Aa基因的功能，本研究采用RNA干扰技术对其进行沉默处理，结果表明，基因沉默的个体再生表型异常，无法形成完整的腿部结构。此外，细胞增殖检测试验显示，PP2Aa基因干扰组的再生组织中EdU信号显著减少，表明该基因通过调控细胞增殖影响断肢再生。
这一研究不仅揭示了PP2Aa基因的核心作用，还在昆虫断肢再生机制的研究中取得了重要突破。美洲大蠊作为一种再生能力突出的昆虫模式生物（Ren et al.，2023），其PP2Aa基因的功能研究为理解再生生物学的分子基础提供了宝贵的线索。此外，这些发现还为再生生物学的应用研究提供了潜在的靶点，为通过基因调控实现再生能力的优化或增强奠定了基础。未来的研究可以沿着多个方向进一步展开，以深入理解PP2Aa基因在断肢再生中的调控机制。首先，可以通过磷酸化蛋白质组学解析该蛋白在具体信号通路中的位置及其作用，关于促进机体的损伤修复和断肢再生的经典信号通路研究比较透彻，主要包括MAPK、TGF、JAK/STAT、Hedgehog、Wnt、Grh、Hippo以及Notch信号通路等，通过调控细胞的凋亡、分化、迁移、增殖等生理过程，从而调节机体损伤修复和断肢再生（Bosch et al.，2005；Martín et al.，2017），并且在哺乳动物中，已发现PP2A位于ERK信号通路的上游（Lu et al.，2022），暗示PP2Aa可能通过ERK信号通路调节美洲大镰断肢再生过程。这将有助于描绘PP2A家族在再生过程中调控的分子网络，并揭示其如何与其他分子共同协调断肢再生。其次，通过筛选和分析与PP2Aa基因功能相关的上下游分子，可以进一步明确其在调控细胞增殖、分化和组织重建中的具体机制。
跨物种比较研究也将为PP2Aa基因的功能和进化保守性提供重要线索。例如，通过分析具有不同再生能力的物种中PP2Aa基因的表达模式和功能特征，可以揭示该基因在进化过程中如何适应不同的生物需求，以及哪些关键的分子特性与再生能力的强弱相关。这种比较研究不仅能够深化我们对PP2Aa基因的理解，还可以为揭示再生能力的进化规律提供理论依据。
-
图 1 美洲大蠊PP2Aa蛋白与其它已知动物蛋白PP2Aa蛋白的系统发育树
Fig. 1 Phylogenetic tree of the Periplaneta americana PP2Aa protein and other known animal PP2Aa proteins
下载:
全尺寸图片
图 2 美洲大蠊PP2Aa氨基酸序列与其它昆虫PP2Aa氨基酸序列比对
Fig. 2 Alignment of the amino acid sequence of Periplaneta americana PP2Aa with the PP2Aa amino acid sequences of other insects
下载:
全尺寸图片
图 3 美洲大蠊PP2Aa在断肢后不同时间基因的表达模式分析
注：采用单因素方差分析对数据进行分析，试验组与对照组（0 h）相比，*表示差异显著（P＜0.05），**表示差异极显著（P＜0.01）。
Fig. 3 Analysis of the gene expression pattern of Periplaneta americana PP2Aa at different time points following limb amputation
Note: Data were analyzed using one-way ANOVA. * indicated a significant difference (P < 0.05) and ** indicated a highly significant difference (P < 0.01) compared to the control group (0 h).
下载:
全尺寸图片
图 4 干扰PP2Aa后美洲大蠊断肢再生表型
Fig. 4 Limb regeneration phenotype of Periplaneta americana following PP2Aa interference
下载:
全尺寸图片
图 5 干扰PP2Aa后美洲大蠊断肢处细胞增殖检测
Fig. 5 Cell proliferation at the limb amputation site of Periplaneta americana following PP2Aa interference
下载:
全尺寸图片
表 1 RT-PCR引物
Table 1 RT-PCR primers
基因名称 Gene name 正向引物（5’→3’） Forward primer（5’→3’） 反向引物（5’→3’） Reverse primer（5’→3’） Pa PP2Aa GGACCAGATCATGTACATTGTTTG GCTGTACTAGGGGTACAAAGTGTG Pa Actin CATCCTGCGTTTGGATCTGG TTTCTCGTTCGGCAGTGGTG -
Alwes F, Enjolras C, Averof M. Live imaging reveals the progenitors and cell dynamics of limb regeneration [J]. eLife, 2016, 5: e19766. doi: 10.7554/eLife.19766 Bosch M, Serras F, Martín-Blanco E, et al. JNK signaling pathway required for wound healing in regenerating Drosophila wing imaginal discs [J]. Developmental Biology, 2005, 280(1): 73-86. doi: 10.1016/j.ydbio.2005.01.002 Brewer CM, Nelson BR, Wakenight P, et al. Adaptations in Hippo-Yap signaling and myofibroblast fate underlie scar-free ear appendage wound healing in spiny mice [J]. Developmental Cell, 2021, 56(19): 2722-2740. doi: 10.1016/j.devcel.2021.09.008 Chablais F, Jazwinska A. IGF signaling between blastema and wound epidermis is required for fin regeneration [J]. Development (Cambridge, England), 2010, 137(6): 871-879. doi: 10.1242/dev.043885 Fernando WA, Leininger E, Simkin J, et al. Wound healing and blastema formation in regenerating digit tips of adult mice [J]. Developmental Biology, 2011, 350(2): 301-310. doi: 10.1016/j.ydbio.2010.11.035 Goldman JA, Poss KD. Gene regulatory programmes of tissue regeneration [J]. Nature Reviews Genetics, 2020, 21(9): 511-525. doi: 10.1038/s41576-020-0239-7 Joven A, Elewa A, Simon A. Model systems for regeneration: salamanders [J]. Development (Cambridge, England), 2019, 146(14): dev167700. doi: 10.1242/dev.167700 Lai SS, Zhao DD, Cao P, et al. PP2Aca positively regulates the termination of liver regeneration in mice through the AKT/GSK3b/Cyclin D1 pathway [J]. Journal of Hepatology, 2016, 64(2): 352-336. doi: 10.1016/j.jhep.2015.09.025 Li S, Zhu S, Jia Q, et al. The genomic and functional landscapes of developmental plasticity in the American cockroach [J]. Nature Communications, 2018, 9(1): 1008. doi: 10.1038/s41467-018-03281-1 Lu Q, Tan M, Hou Q, et al. PP2A Catalytic Subunit α promotes fibroblast activation and kidney fibrosis via ERK pathway [J]. Cellular Signalling, 2022, 90: 110187. doi: 10.1016/j.cellsig.2021.110187 Lust K, Tanaka EM. A comparative perspective on brain regeneration in Amphibians and Teleost Fish [J]. Developmental Neurobiology, 2019, 79(5): 424-436. doi: 10.1002/dneu.22665 Martín R, Pinal N, Morata G. Distinct regenerative potential of trunk and appendages of Drosophila mediated by JNK signalling [J]. Development (Cambridge, England), 2017, 144(21): 3946-3956. Maruzzo D, Egredzija M, Minelli A, et al. Segmental pattern formation following amputation in the flagellum of the second antennae of Asellus aquaticus (Crustacea, Isopoda) [J]. The Italian Journal of Zoology, 2008, 75(3): 225-231. doi: 10.1080/11250000701885588 Maruzzo D, Minelli A, Ronco M, et al. Growth and regeneration of the second antennae of Asellus Aquaticus (Isopoda) in the context of arthropod antennal segmentation [J]. Journal of Crustacean Biology, 2007, 27(2): 184-196. doi: 10.1651/S-2756.1 Mito T, Inoue Y, Kimura S, et al. Involvement of hedgehog, wingless, and dpp in the initiation of proximodistal axis formation during the regeneration of insect legs, a verification of the modified boundary model [J]. Mechanisms of Development, 2002, 114(1): 27-35. Poss KD. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals [J]. Nature Reviews Genetics, 2010, 11(10): 710-722. doi: 10.1038/nrg2879 Ren CH, Chen N, Li S. Harnessing "little mighty" cockroaches: Pest management and beneficial utilization [J]. The Innovation (Cambridge), 2023, 4(6): 100531. Ronk H, Rosenblum JS, Kung T, et al. Targeting PP2A for cancer therapeutic modulation [J]. Cancer Biology & Medicine, 2022, 19(10): 1428-1439. Scimone ML, Cloutier JK, Maybrun CL, et al. The planarian wound epidermis gene equinox is required for blastema formation in regeneration [J]. Nature Communications, 2022, 13(1): 2726. doi: 10.1038/s41467-022-30412-6 Seifert AW, Monaghan JR, Smith MD, et al. The influence of fundamental traits on mechanisms controlling appendage regeneration [J]. Biological Reviews of the Cambridge Philosophical Society, 2012, 87(2): 330-345. doi: 10.1111/j.1469-185X.2011.00199.x Simkin J, Sammarco MC, Dawson LA, et al. The mammalian blastema: regeneration at our fingertips [J]. Regeneration (Oxford, England), 2015, 2(3): 93-105. Tamura K, Ohgo S, Yokoyama H. Limb blastema cell: A stem cell for morphological regeneration [J]. Development, Growth & Differentiation, 2010, 52(1): 89-99. Tanaka EM, Reddien PW. The cellular basis for animal regeneration [J]. Developmental Cell, 2011, 21(1): 172-185. doi: 10.1016/j.devcel.2011.06.016 Tanaka EM. The A stem cell for morphological regeneration molecular and cellular choreography of appendage regeneration [J]. Cell, 2016, 165(7): 1598-1608. doi: 10.1016/j.cell.2016.05.038 Truby PR. Blastema formation and cell division during cockroach limb regeneration [J]. Journal of Embryology and Experimental Morphology, 1983, 75: 151-164.
